Влияние пестицидов на микробиоту кишечника белых крыс

УДК 619:615.9:615.3:636.92
DOI 10.33861/2071-8020-2026-3-29-31

Оригинальное эмпирическое исследование

Егоров В. И, Матросова Л. Е., Маланьев А. В., Василевский Н. М., Семенов Э. И. Федеральное государственное бюджетное
научное учреждение «Федеральный центр токсикологической, радиационной и биологической безопасности» г. Казань
Иванов А.В. Центр исследования проблем безопасности Российской академии наук, г. Москва

Аннотация. Понимание механизмов влияния пестицидов на микробиоценоз кишечника животных имеет важное значение для разработки стратегий снижения негативного воздействия этих веществ и поддержания здоровья. Целью настоящей работы явилось изучение влияния хронического перорального поступления гербицида глифосата, инсектицида клотианидина и десиканта диквата на состояние нормофлоры толстого кишечника лабораторных животных. Эксперимент проводился на 24 белых крысах, разделенных на 4 группы по 6 особей в каждой. В течение 30 суток животные опытных групп получали с кормом глифосат (30 мг/кг массы тела), кло-тианидин (50 мг/кг) или дикват (20 мг/кг). Группа биологического контроля получала стандартный рацион. В ходе опыта осуществляли мониторинг клинического статуса и динамики живой массы тела. По окончанию эксперимента проводили микробиологический анализ содержимого толстого отдела кишечника с определением количества лакто- и бифидобактерий, эшерихий с нормальной ферментативной активностью, а также условно-патогенной микрофлоры. Установлено, что воздействие всех исследуемых пестицидов приводило к статистически значимому снижению живой массы и угнетению облигатной микрофлоры толстого кишечника. Наиболее выраженный дисбиотический эффект зарегистрирован в группе, получавшей глифосат: количество лактобактерий, бифидобактерий и нормальных эшерихий снизилось на 32,9 %, 36,1 % и 28,6 % соответственно, а в микробном пейзаже появились дрожжевые грибы и сальмонеллы, отсутствовавшие в контроле. Полученные данные свидетельствуют о значительном негативном влиянии сублетальных доз пестицидов на кишечный биоценоз, что необходимо учитывать при оценке рисков их применения.

Ключевые слова: пестициды, глифосат, клотианидин, дикват, кишечная микробиота, дисбиоз, нормофлора, лактобактерии, бифидобактерии, хроническая интоксикация.

В современном мире, когда количество жителей Земли постоянно растет, сельское хозяйство сталкивается с необходимостью производства достаточного количества продовольствия. В этих условиях пестициды играют важную роль, обеспечивая защиту сельскохозяйственных культур от вредителей, болезней и сорняков, способствуя повышению урожайности и экономической эффективности производства [1, 2].

Существенным аргументом в поддержку применения пестицидов является их способность предотвращения значительных потерь урожая. Вредители, болезни и сорняки, при отсутствии эффективной защиты растений, могут уничтожить значительную часть посевов, приводя к дефициту продовольствия и экономическим убыткам для аграриев. Применение пестицидов позволяет минимизировать эти потери, обеспечивая высокое и стабильное производство сельскохозяйственной продукции [3, 4].

Однако, несмотря на неоспоримые преимущества, все более очевидным становится, что использование пестицидов связано с определенными рисками для здоровья человека и животных. Побочные эффекты применения пестицидов оказывают значительное влияние на окружающую среду, в том числе и на такие сложные экосистемы, как населяющие кишечник живые организмы [5]. Микробиоценоз кишечника представляет собой совокупность бактерий, архей, грибов и вирусов, которые играют ключевую роль в поддержании здоровья, участвуя в пищеварении, синтезе витаминов, формировании иммунного ответа и защите организма от патогенных микроорганизмов [6, 7].

Пестициды, попадая в организм животных и человека через корм, воду или окружающую среду, могут оказывать прямое токсическое действие на отдельные виды микроорганизмов, приводя к уменьшению их численности или полному исчезновению. Это, в свою очередь, нарушает баланс в микробиоценозе, снижает его разнообразие и устойчивость к неблагоприятным воздействиям [8, 9]. Некоторые виды пестицидов наоборот могут способствовать развитию патогенных или условно-патогенных микроорганизмов, в частности, которые обладают устойчивостью к данным веществам, а полезные виды, участвующие в переваривании пищи и синтезе витаминов, могут быть подавлены, что приводит к дальнейшему дисбалансу в микробиоценозе [10].

Изменения в составе микробиоты кишечника, вызванные воздействием пестицидов, могут иметь серьезные последствия для здоровья. Нарушение пищеварения, развитие воспалительных процессов, снижение иммунитета, как следствие повышение восприимчивости к инфекциям – это лишь некоторые из возможных последствий дисбиоза. В долгосрочной перспективе, хроническое воздействие пестицидов на микробиоценоз может привести к развитию метаболических нарушений и ухудшению продуктивности животных [11, 12].

Onaru K. et al., (2020) обнаружили, что при отравлении крыс неоникотиноидом клотианидином отмечалось снижение количества в кишечнике Firmicutes, увеличение Bacteroidetes, а доминирование Proteobacteria и Actinobacteria сменилось на противоположное. Клотианидин также оказал некоторое влияние на относительную численность микробиоты на уровне родов, например на уровни [Eubacterium]_xylanophilum_group и Bifidobacterium, которые связаны с производством короткоцепочечных жирных кислот [14].

Дикват в основном поступает в организм через желудочно-кишечный тракт, где он оказывает свое токсическое действие. Основной механизм токсичности связан с окислительным стрессом, вызванным АФК, который нарушает целостность кишечного барьера, усиливает воспалительные реакции и вызывает системные повреждения, изменяя состав и метаболические функции кишечной флоры [15].

Понимание механизмов влияния пестицидов на микробиоценоз кишечника животных имеет важное значение для разработки стратегий снижения негативного воздействия этих веществ и поддержания здоровья животных.

Цель исследований: изучение влияния пестицидов на микробиоту кишечника белых крыс.

Материалы и методы исследований. Исследования по изучению влияния пестицидов на микробиоту кишечника животных проводили на белых крысах, массой тела от 200 до 230 г по 6 особей в каждой группе.

Выбор препаратов был обусловлен их повсеместным применением в агропромышленном комплексе и высокой значимостью для защиты ключевых сельскохозяйственных культур, а также их потенциальной опасностью на организм животных.

В работе следующие пестициды:

• гербицид для уничтожения полного спектра однодольных и двудольных сорняков – «Аристократ» (действующее вещество – глифосата кислоты в виде изопропиламинной соли 480 г/л),
• инсектицид из класса неоникотиноидов «Клотиамет» (действующее вещество – 500 г/кг клотианидина),
• десикант «Суховей» (действующее вещество – 150 г/л диквата).

Животные были разделены на 4 группы: первая служила биологическим контролем и получала обычный рацион, вторая получала с кормом глифосат, третья – клотианидин, четвертая – дикват. Для достижения поставленных целей исследования были выбраны дозировки каждого пестицида в пределах 1/20 ЛД50, как оптимальный уровень воздействия для выявления токсических эффектов при сохранении жизнеспособности экспериментальных животных. Пестициды смешивали с основным рационом путем ступенчатого перемешивания с расчетом внесения (по действующему веществу): глифосат – 30 мг/кг, клотианидин – 50 мг/кг, дикват – 20 мг/кг массы тела животных. Пестициды вводили животным в течение 30 суток.

Формирование экспериментальных групп осуществлялось по принципу аналогов, с учетом породы, возраста, пола и живой массы животных. Содержание животных осуществлялось в условиях вивария, где обеспечивался полный доступ к питьевой воде и сбалансированному корму.

В ходе экспериментов проводился мониторинг клинического статуса животных, потребления корма и воды, а также динамики изменения массы тела.

В конце эксперимента убой крыс проводили декапитацией, отбирали содержимое толстого отдела кишечника для микробиологического анализа. В ходе исследований определяли количественное соотношение микроорганизмов нормальной микрофлоры, условно-патогенных и патогенных бактерий, дрожжеподобных грибов (КОЕ/г - колониеобразующие единицы на грамм).

Обработку цифрового материала проводили методом вариационной статистики с применением критерия достоверности по Стьюденту.

Результаты исследований и их обсуждение. В ходе эксперимента осуществлялся ежедневный визуальный осмотр состояния животных, проводилось наблюдение поведенческих реакций. Существенных изменений в клинической картине и поведении подопытных животных не отмечалось.

Динамика массы тела белых крыс на фоне воздействия пестицидов представлена на рисунке 1.

 

Рис. 1. Динамика массы тела белых крыс на фоне воздействия пестицидов (n=6)

Из рисунка видно, что масса тела животных на 10 сутки эксперимента между всеми подопытными группами отличалась незначительно. К 20 суткам живая масса белых крыс, получавших глифосат, была ниже биологического контроля на 4,8 %, клотиани-дин – на 3,5 %, дикват – на 4,4 %. Более существенная разница массы тела животных отмечалась к 30 суткам эксперимента. Так живая масса белых крыс второй группы имела статистически значимые различия от показателей биологического контроля и была ниже на 13,1 % (p<0,05). Масса тела животных третьей группы, в эти же сроки, была ниже контрольных данных на 6,4 %, четвертой – на 10,2 % (p<0,05).

Воздействие пестицидов, сопровождающееся снижением массы тела, подтверждает наличие их влияния на работу кишечника.

На микробиоту кишечника влияет ряд факторов окружающей среды, в том числе воздействие антибиотиков и тяжёлых металлов. Всё чаще проводятся исследования, показывающие, что некоторые пестициды, в том числе неоникотиноиды, могут влиять на микробиоту кишечника [13].

Результаты количественного исследования представителей нормальной микрофлоры кишечника белых крыс на фоне воздействия пестицидов представлены в таблице 1.

Таблица 1 Содержание нормальной микрофлоры в толстом отделе кишечника белых крыс на фоне воздействия пестицидов (n=6), (M±m)

№ груп­пы	Показатель, lg КОЕ/г
	Лактобактерии	Бифидобактерии	Эшерихии с нормальной ферментативной активностью
1	5,69±0,07	7,86±0,02	6,32±0,06
2	3,82±0,01***	5,02±0,04***	4,51±0,26***
3	4,36±0,09***	6,32±0,08**	5,05±0,07**
4	4,12±0,07***	6,18±0,09***	4,93±0,01***

**p<0,01, ***p<0,001 в сравнении с биологическим контролем

Воздействие пестицидов сопровождалось достоверным изменением количественного соотношения представителей нормофлоры кишечника. Наиболее выраженные изменения в кишечном биоценозе были отмечены при поступлении в организм глифосата. Так, у белых крыс второй группы количество лактобактерий, бифидобактерий и эшерихий с нормальной ферментативной активностью было ниже (p<0,001), чем у биологического контроля на 32,9 %; 36,1 % и 28,6 %.

В нашем эксперименте, клотианидин снижал количество лактобактерий, бифидобактерий и эшерихий с нормальной ферментативной активностью на 23,4 % (p<0,001); 19,6 % (p<0,01) и 20,1 % (p<0,01).

У белых крыс при воздействии диквата регистрировали статистически значимое снижение представителей лактобактерий, бифидобактерий и эшерихий с нормальной ферментативной активностью на 27,6 %; 23,1 % и 30,0 %.

Качественные и количественные нарушения в кишечном биоценозе при воздействии чужеродных агентов связаны с ухудшением барьерной функции кишечника, что ослабляет его роль в защите от патогенных микроорганизмов и тем самым повышает восприимчивость к инфекционным заболеваниям.

Результаты исследования условно-патогенной микрофлоры кишечника белых крыс на фоне воздействия пестицидов представлены в таблице 2.

Таблица 2 Содержание условно-патогенной микрофлоры в толстом отделе кишечника белых крыс на фоне воздействия пестицидов (n=6), (M±m)

№ груп­пы	Показатель, lg КОЕ/г
	Дрожже­вые грибы	Сальмо­неллы	Протеи	Гемолитические эшерихии	Стафи­лококки
1	не обн.	не обн.	не обн.	не обн.	не обн.
2	6,15± ±0,01	5,21± ±0,07	не обн.	6,30± ±0,05	не обн.
3	не обн.	не обн.	не обн.	не обн.	не обн.
4	2,32± ±0,04	не обн.	не обн.	1,81± ±0,03	не обн.

Дрожжевые грибы, сальмонеллы, протей, гемолитические эшерихии и стафилококки не были выявлены при анализе содержимого толстого отдела кишечника белых крыс группы биоло-гоческого контроля и получавших клотианидин. Наиболее выраженные изменения в кишечном биоценозе были отмечены при воздействии глифосата.

Заключение. Кишечник играет ключевую роль в пищеварении и усвоении питательных веществ, а также выступает как основной защитный барьер от патогенных микроорганизмов. В последние годы активно изучается влияние кишечного биоценоза на различные биологические функции и его связь с заболеваниями. Особый интерес исследователей вызывают ксенобиотики и их воздействие на микробиоценоз. Изменения в кишечной флоре могут пролить свет на механизмы развития отравлений. Установлено, что многие токсичные вещества нарушают состав кишечной микрофлоры. Наши эксперименты подтвердили, что глифосат, клотианидин и дикват негативно влияют на кишечную микробиоту, что потенциально может вызывать воспалительные и дегенеративные процессы.

Список литературы:

1. Семенов Э.И., Тремасова А.М., Матросова Л.Е. [и др.]. Случаи массового отравления животных, птиц и рыб в некоторых регионах Российской Федерации и стран СНГ. Ветеринария. 2021; 8: 39-44.

2. Cui J., Tian S., Gu Y. et al. Toxicity effects of pesticides based on zebrafish (Danio rerio) models: Advances and perspectives. Chemosphere. 2023; 340: 139825.

3. Smolentsev S.Y., Onegov A.V., Holodova L.V. et al. The use of ferrous succinate in combination with vitamins A and E for the prevention of toxic liver dystrophy in piglets. Systematic Reviews in Pharmacy. 2020; 11 (11): 273-280.

4. Алеев Д.В., Мингалеев Д.Н., Мишина Н.Н. [и др.]. Терапевтическая эффективность антитоксических веществ при интоксикации белых крыс ивермектином. Ветеринарный врач. 2025; 3: 10-14.

5. Валиуллин Л.Р., Мухаммадиев Р.С., Мухаммадиев Р.С. [и др.]. Бактерии – антагонисты возбудителей кишечных инфекций и продуценты комплекса целлюлаз как основа для создания добавок, объединяющих функции пробиотика и кормового фермента. Достижения науки и техники АПК. 2021; 35 (9): 60-66.

6. Peterson B.F. Microbiome toxicology – bacterial activation and detoxification of insecticidal compounds. Curr Opin Insect Sci. 2024; 63: 101192.

7. Walsh L., Hill C., Ross R.P. Impact of glyphosate (RoundupTM) on the composition and functionality of the gut microbiome. Gut Microbes. 2023; 15 (2): 2263935.

8. Мишина Н.Н., Алеев Д.В., Ямалова Г.Р. [и др.]. Характеристика in vitro природных сорбентов к пестициду класса неоникотиноидов. Ветеринарный врач. 2023; 3: 4-9.

9. Gambarte P.C.K., Wolansky M.J. The gut microbiota as a biomarker for realistic exposures to pesticides: A critical consideration. Neurotoxicol Teratol. 2022; 91: 107074.

10. Yue Y., Sun X., Tian S. et al. Multi-omics and gut microbiome: Unveiling the pathogenic mechanisms of early-life pesticide exposure. Pestic Biochem Physiol. 2024; 199: 105770.

11. Сагдеева З.Х., Матросова Л.Е., Семенов Э.И. [и др.]. Эффективность модифицированного сорбента при токсикозе птиц. Ветеринария. 2023; 7: 50-53.

12. Raginov I.S., Egorov V.I., Valiullin L.R. et al. Morphological and functional evaluation of the effect of novel pyrimidine derivatives on regeneration of the sciatic nerve in rats. Neuroscience Letters. 2019; 706: 110-113.

13. Gao B., Bian X., Mahbub R., Lu K. Sex-specific effects of organophosphate diazinon on the gut microbiome and its metabolic functions. Environmental Health Perspectives. 2017; 125: 198-206.

14. Onaru K., Yoshida Y., Sakabe S. et al. Immunotoxicity evaluation by subchronic oral administration of clothianidin in Sprague-Dawley rats // Journal of Veterinary Medical Science. 2020; 82 (3): 360-372.

15. Xu G., He J., Zhang R. et al. Tea tree oil attenuates diquat-induced intestinal barrier dysfunction in chickens via modulating oxidative stress and gut microbiota, Ecotoxicology and Environmental Safety. 2025; 303: 119028.

Сведения об авторах:

Матросова Лилия Евгеньевна, доктор биологических наук, главный научный сотрудник отделения токсикологии ФГБНУ «Федеральный центр токсикологической, радиационной и биологической безопасности»; 420075, Республика Татарстан, г. Казань, ул. Научный городок-2; e-mail: m.lilia.evg@yandex.ru.

Маланьев Андрей Валериянович, кандидат биологических наук, ведущий научный сотрудник отделения токсикологии ФГБНУ «Федеральный центр токсикологической, радиационной и биологической безопасности»; 420075, Республика Татарстан, г. Казань, ул. Научный городок-2; e-mail: malanev_andrei@mail.ru.

Василевский Николай Михайлович, доктор ветеринарных наук, профессор, главный научный сотрудник отделения токсикологии ФГБНУ «Федеральный центр токсикологической, радиационной и биологической безопасности»; 420075, Республика Татарстан, г. Казань, ул. Научный городок-2; e-mail: vnickm@mail.ru.

Семенов Эдуард Ильясович, доктор ветеринарных наук, заведующий отделением токсикологии ФГБНУ «Федеральный центр токсикологической, радиационной и биологической безопасности»; 420075, Республика Татарстан, г. Казань, ул. Научный городок-2; e-mail: semyonovei@bk.ru.

Иванов Аркадий Васильевич, член-корреспондент РАН, доктор биологических наук, профессор, Советник ФГБУН «Центр исследования проблем безопасности РАН»; 117335, г. Москва, ул. Гарибальди, 21Б; e-mail: aivanov0450@mail.ru.

Ответственный за переписку с редакцией: Егоров Владислав Иванович, кандидат биологических наук, ведущий научный сотрудник, заведующий лабораторией фармакологии лекарственных средств ФГБНУ «Федеральный центр токсикологической, радиационной и биологической безопасности», 420075, г. Казань, Научный городок, 2; e-mail: vladislav.e@inbox.ru, тел.: 8-917-2510292.

Заявленный вклад авторов: рукопись была написана благодаря вкладу всех авторов. Все авторы одобрили окончательную версию рукописи.

Конфликт интересов: авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.